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ProteanFect Max 轉染試劑盒：提供免疫細胞高效、低毒性的核酸轉染解決方案

更新時間：2025-01-20

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產品名稱：ProteanFect Max 轉染試劑盒
規格：多種規格可選
簡介：ProteanFect Max 轉染試劑盒是全·球首·款自組裝蛋白納米顆粒核酸轉染試劑，專為原代細胞與難轉細胞系設計，能夠實現卓·越的外源基因遞送與表達。作為一種非病毒、非電轉、非脂質體的轉染試劑，ProteanFect Max 能高效且低毒性地轉染 mRNA、siRNA、DNA 等多種核酸。該試劑操作簡便，僅需 5-15 分鐘即可將核酸遞送至細胞內，最快在 1 小時內觀察到 mRNA 的表達效果。·
產品特點與優勢：
  • 高效轉染：能夠高效轉染 mRNA、siRNA、DNA 等多種核酸，適用于多種細胞類型。
  • 低毒性：對細胞的損傷小，轉染后細胞狀態恢復快。
  • 操作簡便：僅需 5-15 分鐘即可完成轉染，最快 1 小時內觀察到 mRNA 表達。
  • 適用廣泛：適用于原代細胞和難轉細胞系，如人原代 T 細胞、Jurkat T 細胞、HepG2 細胞等。
  • 陽性對照：試劑盒包含編碼綠色熒光蛋白（EGFP）的 mRNA 和質粒 DNA，驗證實驗操作及試劑效果。
產品應用：
  • 基因表達研究：快速高效地將目標基因遞送至細胞內，觀察基因表達效果。
  • RNA干擾研究：通過 siRNA 轉染實現基因沉默，研究基因功能。
  • 細胞功能研究：在原代細胞和細胞系中進行功能研究，如細胞增殖、凋亡、遷移等。
儲存與運輸條件：
  • 儲存條件：Reagent A 和 Reagent C 打開使用后保存于 2-8℃，Reagent B 保存于 -20℃，避免反復凍融。
  • 運輸條件：干冰運輸，收到后應存放于 -20℃，直至使用。
實驗前材料準備：
  • 待轉染細胞：轉染前細胞必須處于良好的生長狀態，活率＞90%。對于原代細胞，建議在適當活化后進行轉染。
  • 推薦培養基：Opti-MEM 培養基（或無血清的 RPMI 1640 培養基/無血清 DMEM 培養基），提前預熱或恢復至室溫。
  • 其他：完·全培養基，無菌 EP 管、所需轉染的核酸樣品。
實驗操作步驟：
  1. 配置 ProteanFect 轉染體系：
    • 在 40 µL Reagent A 中加入 0.5 µg mRNA，充分混勻。
    • 加入 1.4 μL Reagent B，輕柔充分混勻。
    • 對于原代細胞，加入 8 μL Reagent C 混勻。
  2. 細胞處理：
    • 懸浮細胞：300 g 離心 5 分鐘，收集細胞沉淀，用 Opti-MEM 重懸并洗滌，調至 5×10? - 1×10? cells/mL 備用。
    • 貼壁細胞：轉染前匯合率應保持在 50%-80%，用 Opti-MEM 輕柔清洗細胞兩次，加入 20 µL Opti-MEM 備用。
  3. 細胞轉染：
    • 將配置好的 ProteanFect 轉染體系與 20 µL 細胞懸液或貼壁細胞混合均勻。
    • 37℃孵育 45-60 分鐘（細胞系）或 15-30 分鐘（原代細胞）。
    • 加入至少 200 µL 完·全培養基，300 g 離心 5 分鐘，棄上清（為避免細胞損失，無需完·全棄盡）；對于貼壁細胞，直接棄去混合液，補加培養基。
    • 加入適量完·全培養基，進行細胞培養，后續可根據實驗目的進行基因表達檢測。
常見問題及解決方案：
  1. 如何提升轉染效率：
    • 延長轉染時間：根據細胞狀態適當延長轉染時間。通常原代細胞不超過 1 小時，細胞系不超過 2 小時。
    • 提升 Reagent B 用量：適當增加 Reagent B 的用量，以 96 孔板為例，原代細胞推薦為 0.7-1.4 μL，細胞系為 1-3 μL。
    • 提升 Reagent C 用量：對于細胞系轉染，可在體系中添加適當的 Reagent C，以 96 孔板為例，添加 8-13.5 μL，孵育 15 分鐘，最長不超過 45 分鐘；原代細胞則可將 Reagent C 體積增加至 13.5 μL，孵育時間同樣不超過 45 分鐘。
    • 提升 ProteanFect 轉染量：適當增加轉染體系至初始的 1.5-2.5 倍。
  2. 質粒 DNA 能否用于原代細胞轉染：
    • 雙鏈 DNA 轉染原代細胞可能引起一定的毒性，例如炎癥應激，因此需根據實驗目的謹慎選擇。以人或小鼠來源的原代 T 細胞為例，使用質粒 DNA 轉染可能導致顯著的細胞毒性，因此不適合此類細胞。而大多細胞系通常經過多代培養，能更有效地應對外源 DNA 帶來的壓力，對雙鏈 DNA 轉染的耐受性較高，因此可以使用質粒 DNA 進行轉染。
  3. 質粒 DNA 轉染要求：
    • 轉染效率受 DNA 質量影響。建議使用無內毒素試劑盒制備 DNA，并確保 OD 值在 1.7-1.9 之間；使用無核酸酶純水將 DNA 稀釋至 0.5-2 µg/µL 的濃度。
  4. 細胞系轉染前處理：
    • 為獲得良好的轉染效率，建議使用活性超過 90%的細胞，可以通過臺盼藍染色測定細胞活性。
    • 不建議使用傳代次數超過 15 次的細胞進行實驗。
    • 新復蘇的細胞在轉染實驗前需傳代 2-3 次，待細胞恢復正常生長后使用。
  5. 原代細胞轉染前預處理：
    • 對于原代細胞，充分活化有助于提高轉染效率，因此建議在適當活化后進行轉染。例如，人原代 T 細胞可使用 CD3/CD28 磁珠或抗體進行激活，激活 2-10 天內均可轉染，其中激活 4-6 天時轉染效率zui高。
  6. 關于試劑盒中陽性對照的使用建議：
    • 首·次嘗試時，建議設置陽性對照組（EGFP mRNA 或 EGFP pDNA），以檢測實驗操作和試劑的有效性。使用 96 孔板的細胞量即可，節省細胞和試劑。
  7. 轉染時的細胞數范圍：
    • 說明書中提供了最佳轉染條件下的細胞數量范圍，但在特殊情況下，即使細胞數量較少，也可以進行轉染。以 96 孔板為例，建議細胞數量不低于 4×103/孔，以確保后續檢測的可靠性。
  8. 轉染后細胞狀態與活力：
    • 轉染后，細胞狀態可能與未處理組略有差異。但使用 ProteanFect 試劑進行轉染時，對細胞活力的損傷較小。通常在轉染后第二天，細胞狀態會基本恢復。
  9. 轉染后細胞離心后看不到沉淀：
    • 對于小體積轉染體系（如 96 孔板），離心后細胞沉淀不明顯是正常現象。細胞沉淀可能散落在離心管側壁，不影響后續結果。為減少細胞損失，離心后移液時應避免槍頭緊貼底部。
  10. 轉染體系擴大是否影響轉染效率：
    • 如轉染細胞量較大，推薦使用離心管進行孵育，轉染體系參照表 4，不會影響轉染效率。
  11. 貼壁細胞如何轉染：
    • 對于貼壁細胞，可提前一天種板后進行轉染，也可消化成細胞懸液進行